Метагеномный анализ микробиоты лабораторной популяции клещей Neoseiulus californicus (mesostigmata, phytoseiidae) и оптимизация состава микробиоты для повышения эффективности искусственного разведения клещей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Проведено экспериментальное моделирование микробиоты лабораторной популяции хищных клещей Neoseiulus californicus (McGregor 1954), разводимых на кормовых паутинных клещах Tetranychus urticae (Koch 1836), с целью устранения бактериальных патогенов и повышения жизнеспособности линии клещей. Мы получили линию клещей N. californicus BioDefence2 от единственной оплодотворенной самки и производную линию с оптимизированной микробиотой BioDefence3. Оптимизацию микробиоты проводили последовательной обработкой линии клещей тетрациклином для устранения патогенных бактерий и затем – пробиотическими бактериями Bacillus subtilis для восстановления жизнеспособности линии клещей. Проведено сравнение микробиоты линий клещей BioDefence2 и BioDefence3 на основе метагеномных данных 16S rRNA генов. Определены виды бактерий, образующих микробиоту исходной и оптимизированной линий клещей. Основу как исходной, так и оптимизированной микробиоты N. californicus составляют сапрофитные почвенные бактерии Stenotrophomonas maltophilia, Acinetobacter sp. и энтеробактерия Enterobacter hormaechei, известные также как оппортунистические патогены человека. Оптимизация микробиоты позволяет устранить внутриклеточную бактерию Renibacterium salmoninarum, известную как патоген рыб, и токсин-образующую бактерию Clostridium botulinum. Обсуждается влияние оптимизации микробиоты клещей на жизнеспособность популяции искусственного разведения N. californicus. Полученные результаты создают основу для совершенствования технологии разведения N. californicus.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Б. В. Андрианов

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт общей генетики имени Н. И. Вавилова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: andrianovb@mail.ru
Россия, Москва, 119991

Л. А. Урошлев

Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт общей генетики имени Н. И. Вавилова РАН

Email: leoniduroshlev@gmail.com
Россия, Москва, 119991

О. В. Василенко

Всероссийская коллекция микроорганизмов, Институт биохимии и физиологии микроорганизмов имени Г. К. Скрябина, Пущинский научный центр биологических исследований РАН

Email: ovvasilenko@gmail.com
Россия, Московская обл. Пущино, 142290

Ю. И. Мешков

Федеральное государственное бюджетное научное учреждение Всероссийский научно-исследовательский институт фитопатологии

Email: yimeshkov@rambler.ru
Россия, Московская область, Одинцовский район, р. п. Большие Вяземы, 143050

Список литературы

  1. Akyazi R., Liburd O.E., 2019. Biological Control of the Twospotted Spider Mite (Trombidiformes: Tetranychidae) with the Predatory Mite Neoseiulus californicus (Mesotigmata: Phytoseiidae) in Blackberries // Florida Entomologist. V. 102. P. 373– 381. https://doi.org/10.1653/024.102.0217
  2. Andrianov B.V., 2022. Bacterial Symbionts and Pathogens in Populations of Phytoseiidae Mites (Phytoseiidae, Mesostigmata) // Biology Bulletin Reviews. V. 12. P. S78–S84. https://doi.org/10.1134/S2079086422070027
  3. Becnel J.J., Jeyaprakash A., Hoy M.A., Shapiro A., 2002. Morphological and molecular characterization of a new microsporidian species from the predatory mite Metaseiulus occidentalis (Nesbitt) (Acari, Phytoseiidae) // Journal of Invertebrate Pathology. V. 79. № 3. P. 163–172. https://doi.org/10.1016/s0022-2011(02)00032-0
  4. Breeuwer J.A.J., Jacobs G., 1996. Wolbachia: intracellular manipulators of mite reproduction // Experimental and Applied Acarology. V. 20. P. 421–434.
  5. Emms D.M., Kelly S., 2019. OrthoFinder: phylogenetic orthology inference for comparative genomics // Genome Biology. V. 20. P. 238. https://doi.org/10.1186/s13059-019-1832-y
  6. Enigl M., Schausberger P., 2007. Incidence of the endosymbionts Wolbachia, Cardinium and Spiroplasma in phytoseiid mites and associated prey // Experimental and Applied Acarology. V. 42. P. 75–85. https://doi.org/10.1007/s10493-007-9080-3
  7. Famah S.N., Hanna R., Breeuwer J.A., et al., 2014. The endosymbionts Wolbachia and Cardinium and their effects in three populations of the predatory mite Neoseiulus paspalivorus // Experimental and Applied Acarology. V. 64. P. 207–221. https://doi.org/10.1007/s10493-014-9820-0
  8. Glinushkin A.P., Yakovleva I.N., Meshkov Y.I., 2019. The impact of pesticides used in greenhouses, on the predatory mite Neoseiulus californicus (parasitiformes, phytoseiidae) // Rossiiskaia selskokhoziaistvennaia nauka. V. 3. P. 32–34. https://doi.org/10.31857/S2500-26272019332-34
  9. Gols R., Schutte C., Stouthamer R., et al., 2007. PCR-based identification of the pathogenic bacterium, Acaricomes phytoseiuli, in the biological control agent Phytoseiulus persimilis (Acari: Phytoseiidae) // Biological Control. V. 42. P. 316–325. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2007.06.001
  10. Hejnar P., Bardon J., Sauer P, Kolár M., 2007. Stenotrophomonas maltophilia as a part of normal oral bacterial flora in captive snakes and its susceptibility to antibiotics // Veterinary Microbiology. V. 121. P. 357–362. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2006.12.026
  11. Hoy M., Jeyaprakash A., 2005. Microbial diversity in the predatory mite Metaseiulus occidentalis (Acari: Phytoseiidae) and its prey, Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae) // Biological Control. V. 32. P. 427– 441. https://doi.org/10.1016/j.biocontrol.2004.12.012
  12. Hoy M.A., Jeyaprakash A., 2008. Symbionts, including pathogens, of the predatory mite Metaseiulus occidentalis: current and future analysis methods // Experimental and Applied Acarology. V. 46. P. 329–347. https://doi.org/10.1007/s10493-008-9185-3
  13. Johanowicz D.L., Hoy M.A., 1996. Wolbachia in a Predator–Prey System: 16S Ribosomal DNA Analysis of Two Phytoseiids (Acari: Phytoseiidae) and Their Prey (Acari: Tetranychidae) // Annals of the Entomological Society of America. V. 89. P. 435–441. https://doi.org/10.1093/aesa/89.3.435
  14. Kim D., Song L., Breitwieser F.P., Salzberg S.L., 2016. Centrifuge: rapid and sensitive classification of metagenomic sequences // Genome Research. V. 12. P. 1721– 1729. https://doi.org/10.1101/gr.210641.116
  15. Koren S., Walenz B.P., Berlin K., Miller J.R., Bergman N.H., Phillippy A.M., 2017. Canu: scalable and accurate long-read assembly via adaptive k-mer weighting and repeat separation // Genome Research. V. 27. P. 722–736. https://doi.org/10.1101/gr.215087.116
  16. Manni M., Berkeley M.R., Seppey M., Simao F.A., Zdobnov E.M., 2021. BUSCO Update: Novel and Streamlined Workflows along with Broader and Deeper Phylogenetic Coverage for Scoring of Eukaryotic, Prokaryotic, and Viral Genomes // Molecular Biology and Evolution. V. 38. P. 4647–4654. https://doi.org/10.1093/molbev/msab199
  17. Merlin B.L., Moraes G.J., Cônsoli F.L., 2023. The Microbiota of a Mite Prey-Predator System on Different Host Plants Are Characterized by Dysbiosis and Potential Functional Redundancy // Microbial Ecology. V. 85. P. 1590–1607. https://doi.org/10.1007/s00248-022-02032-6
  18. Ondov B.D., Bergman N.H., Phillippy A.M., 2011. Interactive metagenomic visualization in a Web browser // BMC Bioinformatics. V. 12. P. 385. https://doi.org/10.1186/1471-2105-12-385
  19. Pekas A., Palevsky E., Sumner J.C. et al., 2017. Comparison of bacterial microbiota of the predatory mite Neoseiulus cucumeris (Acari: Phytoseiidae) and its factitious prey Tyrophagus putrescentiae (Acari: Acaridae) // Scientific Reports. V. 7. P. Article № 2. https://doi.org/10.1038/s41598-017-00046-6
  20. Rozas-Serri M., Lobos C., Correa R., et al., 2020. Atlantic Salmon Pre-smolt Survivors of Renibacterium salmoninarum Infection Show Inhibited Cell-Mediated Adaptive Immune Response and a Higher Risk of Death During the Late Stage of Infection at Lower Water Temperatures // Frontiers in Immunology. V. 11. Article № 13787. https://doi.org/10.3389/fimmu.2020.01378
  21. Sanchez N.E., Greco N.M., Cedola C.V., 2008. Biological Control by Neoseiulus californicus (McGregor) (Acari: Phytoseiidae). In: Capinera J.L. (eds) Encyclopedia of Entomology. Dordrecht: Springer. P. 493–495. https://doi.org/10.1007/978-1-4020-6359-6_319
  22. Schütte C., Gols R., Kleespies R.G., Poitevin O., Dicke M., 2008. Novel bacterial pathogen Acaricomes phytoseiuli causes severe disease symptoms and histopathological changes in the predatory mite Phytoseiulus persimilis (Acari, Phytoseiidae) // Journal of Invertebrate Pathology. V. 2. P. 127–135. https://doi.org/10.1016/j.jip.2008.03.006
  23. Sonoda S., Kohara Y., Siqingerile, Toyoshima S., Kishimoto H., Hinomoto N., 2012. Phytoseiid mite species composition in Japanese peach orchards estimated using quantitative sequencing // Experimental and Applied Acarology. V. 56. № 1. P. 9–22. https://doi.org/10.1007/s10493-011-9485-x
  24. Stanke M., Keller O., Gunduz I., Hayes A., Waack S., Morgenstern B., 2006. AUGUSTUS: ab initio prediction of alternative transcripts. Nucleic Acids Research. V. 34. № 2. P. 435–439. https://doi.org/10.1093/nar/gkl200
  25. Sumner-Kalkun J.C., Baxter I., Perotti M.A., 2023. Bacterial microbiota of three commercially mass-reared predatory mite species (Mesostigmata: Phytoseiidae): pathogenic and beneficial interactions // Frontiers in Arachnid Science. V. 2. Article № 1242716. https://doi.org/10.3389/frchs.2023.1242716
  26. Weeks A.R., Velten R., Stouthamer R., 2003. Incidence of a new sex-ratio-distorting endosymbiotic bacterium among arthropods // Proceedings of the Royal Society B.V. 270. P. 1857–1865. https://doi.org/10.1098/rspb.2003.2425
  27. Wu K., Hoy M.A., 2012. Cardinium is associated with reproductive incompatibility in the predatory mite Metaseiulus occidentalis (Acari: Phytoseiidae) // Journal of Invertebrate Pathology. V. 110. P. 359–365.
  28. Yang W., Yi Y., Xia Bo, 2023. Unveiling the duality of Pantoea dispersa: A mini review // Science of The Total Environment. V. 873. Article № 162320. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2023.162320

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Экспериментальная установка для разведения лабораторных линий N. Californicus: а – плоты листьев фасоли, которые заражены паутинными клещами и на которых в контролируемых условиях питаются клещи N. californicus; б – самка N. californicus, в центре тела просвечивает созревающее яйцо. Фотография Ю. И. Мешкова.

Скачать (181KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Сравнение микробиоты сублиний BioDefence. Цветом обозначено число NumResds каждого из таксонов, что является ранговой оценкой количества данного вида в микробиоте. На врезке в центре представлена легенда для цветов диаграммы с соответствием цвета и числа NumResds. Числа в секторах диаграммы соответствуют числу видов бактерий: а – микробиота линии BioDefence2, б – микробиота линии BioDefence3.

Скачать (819KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Демографическая структура клещей в линиях BioDefence2 и BioDefence3 на 7-й день эксперимента. Синим цветом показана линия BioDefence2, красным цветом – линия BioDefence3. Отрезками указаны 95% доверительные интервалы ошибки доли. По вертикальной оси – доля группы клещей во всей выборке. По горизонтальной оси – группы клещей. Суммированы данные 30 повторностей эксперимента на листовых вырезках для каждой из линий. Всего получено 1576 клещей всех возрастов линии BioDefence2 и 1967 клещей линии BioDefence3.

Скачать (86KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024